Wirkungsort / Wirkungsmechanismus

Die Pleuromutilin-Derivate Tiamulin (TIA) und Valnemulin hemmen die Proteinsynthese durch Bindung an die 50S-Ribosomenuntereinheit der Bakterien (Giguère 2006a; Plumb 2002a). Der chemische Aufbau von TIA und Valnemulin unterscheidet sich stark von anderen bekannten Proteinsynthesehemmer (Poulsen 2000a). Poulsen et al. vermuten, dass diese Wirkstoffe in der Peptidyltransferase-Tasche mit der rRNA der Ribosomen interagieren, in welcher sie das richtige Positionieren des CCA-Endes der tRNA für die Peptidübertragung verhindern (Poulsen 2001a). Beide Wirkstoffe hemmen die Peptidyltransferase-Reaktion vollständig bei Konzentrationen über 5 bzw. 20 µM und sind dadurch starke Hemmer der Proteinsynthese (Poulsen 2000a).
 
TIA bindet an die 23S-rRNA über ein grossflächiges Netzwerk von hydrophoben Wechselwirkungen, welche ausschliesslich die Nukleotiden des Domäns V von Escherichia coli betreffen (und zwar G2061, A2062, C2063, A2451, C2452, A2503, U2504, G2505, U2506, U2585 und C2586). Die Blockierung des universell erhaltenen Nukleotids U2585 spielt dabei eine entscheidende Rolle. Zudem erfolgt eine Bindung über Wasserstoffbrücken zum G2061 und U2585. Der trizyklische Kern des Wirkstoffes befindet sich in einer Tasche, gebildet durch die Basen G2061, A2451, C2452, A2503, U2504, G2505 und U2506 von E. coli. Zusammenfassend sind laut Schlünzen et al. die Regionen 2503 bis 2506 sowie 2061 bis 2063 entscheidend für die Bildung einer Tasche für den Mutilinkern. Der trizyklische Kern überdeckt die tRNA an der A-Stelle, was zu einer Behinderung der tRNA-Bindung am CCA-Ende führt. Der Cyclo-Pentanon-Ring von TIA interagiert mit A2451 und C2452, wobei seine Keto-Gruppe in der Nähe des Zuckers der Base A2503 liegt. Der Cyclo-Hexyl-Ring und seine Methyl-Gruppe am C6 interagieren mit A2451 und U2506. Cyclo-Octan ist in keinen bedeutenden Wechselwirkungen mit 23S-rRNA involviert, wobei die Methyl-Gruppen am C10, C12 und C15 und die Ethyl-Gruppe am C12, hydrophobe Wechselwirkungen mit G2061, C2063, A2451, A2503, U2505 und C2586 eingehen. Die einzige Hydroxyl-Gruppe des TIA am C11 bietet einen Wasserstoffbindungspartner für das Phosphat an der O1 Stelle der Base G2505 und stabilisiert damit die Stellung des trizyklischen Kernes innerhalb der Tasche. Basierend auf den Interaktionen des TIA mit der 23S rRNA scheint G2061 eine ausschlaggebende Bedeutung für die Bindung des Wirkstoffes zu besitzen (Schlünzen 2004a). Anhand von Resultaten mit neueren Pleuromutilinen (z.B. Retapamulin) schlagen Davidovich et al. eine dynamische Anpassung der Taschenform an das gebundene Pleuromutilin (induced-fit) vor. Zudem führen die Autoren die Selektivität der Pleuromutiline für bakterielle Ribosomen auf Unterschiede zwischen den nicht konservierten Nukleotiden in der Umgebung des Peptidyltransferase-Zentrums zurück (Davidovich 2007a). TIA und Erythromycin können gleichzeitig an das Ribosom binden (Poulsen 2001a), hingegen bindet der Wirkstoff nicht an die 50S-Untereinheit, wenn die A- oder P-Stelle besetzt ist (Schlünzen 2004a). Dies wird auch von früheren publizierten Resultaten bestätigt, welche zeigen, dass, wenn der Prozess der Proteinbiosynthese erstmal in Gange ist, TIA nicht mehr bindet (Dornhelm 1978a). Die Bindungsstelle des TIA überlappt diejenige des Chloramphenicols (Schlünzen 2004a; Högenauer 1975a) und der Oxazolidinone (Miller 2008a). Weiter überdeckt TIA die Bindungsstelle des Clindamycins (Schlünzen 2001a) sowie diejenige des Carbomycin A-Disaccharid-Astes (Hansen 2002a). Eine weitere Studie mit E. coli schlägt eine 2. Bindungsstelle für das TIA vor, welche ein intaktes 70S-Ribosom benötigt (Högenauer 1981a).
 

Wirkspektrum

Tiamulin (TIA) besitzt eine gute Wirkung gegen viele grampositive Kokken, Staphylo- und Streptokokken inbegriffen (ausser Streptokokken der D-Gruppe). Zusätzlich wirkt TIA gut gegen Mykoplasmen (Plumb 2002a), wie z.B. M. hyopneumoniae, M. hyosynoviae, M. hyorhinis (Demuth 2008a), M. dispar und Ureaplasma spp. (Allan 1981a), sowie gegen Spiochäten (Plumb 2002a) wie z.B. Leptospira spp. und Serpulina hyodysenteriae (Demuth 2008a). Mit Ausnahme von Haemophilus spp., gewissen E. coli- und Klebsiella-Stämmen ist die Wirkung des TIA gegen gramnegative Organismen ziemlich gering (Plumb 2002a).
 

MIC

Übersicht über MIC₉₀-Werte verschiedener Bakterien und Mykoplasmen (Giguère 2006a):

Keim	MIC90 [µg/ml]
Grampositive aerobe Keime
Arcanobacterium pyogenes	0,03
Enterococcus faecalis	> 32
Erysipelothrix rushiopathiae	4
Rhodoccocus equi	64
Staphylococcus aureus	0,03
Streptococcus equi	0,5
Gramnegative anaerobe Keime
Actinobacillus pleuropneumoniae	8
Enterobacter spp.	> 32
Escherichia coli	32
Histophilus somni	2
Klebsiella spp.	> 128
Mannheimia haemolytica	4
Pasteurella multocida	32
Anaerobier
Brachyspira hyodysenteriae	0,25
B. pilosicoli	0,5
Fusobacterium necrophorum	0,016
Mykoplasmen
M. bovis	0,25
M. hyorhinis	0,25
M. hyopneumoniae	0,25
M. hyosynoviae	0,06
M. mycoides mycoides	0,5
Ureaplasma spp.	0,06
Andere
Lawsonia intracellularis	4
Leptospira spp.	4

 

Übersicht über MIC₅₀- und MIC₉₀-Werte verschiedener Bakterien:

Keim	MIC50 [µg/ml]	MIC90 [µg/ml]	Referenz
A. pleuropneumoniae	32	64	(Aitken 1999a)
A. pleuropneumoniae	8	16	(Jones 2002a)
A. pleuropneumoniae	6,25	12,5	(Yoshimura 2002a)
A. pleuropneumoniae	16	16	(Matter 2007a)
A. porcitonsillarum	> 32	> 32	(Matter 2007a)
A. suis	8 - 16	16	(Jones 2002a)
Aerococcus spp.	32	-	(Jones 2002a)
Arcanobacterium pyogenes	0,05	0,05	(Yoshimura 2000a)
Brachyspira hyodysenteriae	-	0,4	(Uezato 2004a)
Citrobacter freundii	> 32	-	(Jones 2002a)
Clostridium difficile (Ferkel)	4	8	(Post 2004a)
Enterobacter spp.	> 32	-	(Jones 2002a)
Enterococcus spp.	> 32	> 32	(Jones 2002a)
Erysipelothrix rhusiopathiae	1 - 2	2 - 8	(Jones 2002a)
Escherichia coli	> 32	-	(Jones 2002a)
Haemophilus parasuis	2	8	(Jones 2002a)
Klebsiella pneumoniae	> 32	-	(Jones 2002a)
Mycoplasma agalactiae	0,125	0,125	(Hannan 1997a)
M. bovis	0,03	0,06	(ter Laak 1993a)
M. bovis	0,05	0,125	(Hannan 1997a)
M. dispar	0,125	0,25	(ter Laak 1993a)
M. gallisepticum	0,001	0,025	(Hannan 1997a)
M. hyopneumoniae	0,05	0,05	(Hannan 1997a)
M. hyopneumniae	0,039	0,078	(Aitken 1999a)
M. hyopneumoniae	0,006 - 0,05	0,048 - 0,078	(Burch 2004b)
M. hyorhinis	0,1	0,25	(Hannan 1997a)
M. hyosynoviae	0,005	0,025	(Hannan 1997a)
M. iowae	0,01	0,1	(Hannan 1997a)
M. synoviae	0,1	0,25	(Hannan 1997a)
Pasteurella multocida	16	32	(Jones 2002a)
Salmonella	> 32	> 32	(Jones 2002a)
Serpulina pilosicoli	0,10	0,50	(Duhamel 1998a)
Staphylococcus aureus	1	2	(Jones 2002a)
Streptococcus spp.	> 32	-	(Jones 2002a)
S. hyodysenteriae	0,3	1	(Aitken 1999a)
S. suis II	2	2	(Aitken 1999a)
S. suis	1 - 2	16	(Jones 2002a)
Ureaplasma diversum	0,125	0,5	(ter Laak 1993a)

 
"-": Keine Daten verfügbar
 

Weitere MIC-Werte empfindlicher Bakterien:

Keim	MIC [µg/ml]	Referenz
Actinobacillus pleuropneumoniae	2 - 4	(Szancer 1990a)
A. pleuropneumoniae	8 - 32	(Nanjiani 2005a)
Bordetella bronchiseptica	> 64	(Nanjiani 2005a)
Brachyspira hyodysenteriae	0,031 - 2	(Karlsson 2001a)
Escherichia coli	12,50	(Ziv 1980d)
Haemophilus parasuis	16	(Nanjiani 2005a)
H. pleuropneumoniae	0,8 - 12	(Sidoli 1984a)
Mycoplasma gallisepticum	0,05	(Ziv 1980d)
M. gallisepticum	0,10	(Pakpinyo 2007a)
M. hyopneumoniae	0,11 - 0,15	(Burch 2004b)
M. hyopneumoniae	0,025 - 0,05	(Nanjiani 2005a)
M. hyosynoviae	0,04 - 0,08	(Goodwin 1985a)
M. synoviae	0,10	(Ziv 1980d)
Lawsonia intracellularis	4	(McOrist 1995a)
Pasteurella multocida	12,50	(Ziv 1980d)
P. multocida	16 - 32	(Nanjiani 2005a)
Staphylococcus aureus	0,40	(Ziv 1980d)
Streptococcus (β-hämolytische)	0,10	(Ziv 1980d)
S. suis	1	(Nanjiani 2005a)
Treponema hyodysenteriae	≥ 0,10 - 0,20	(Kitai 1979a)
Ureaplasma (bovine)	0,0024 - 0,078	(Truscott 1984a)

 

MIC-Werte von Tiamulin gegen gramnegative und grampositive anaerobe Bakterien in flüssigem bzw. festem Medium in µg/ml (Werner 1978a):

Keim	Bouillon	Agar
Bacteroides asaccharolyticus	0,03 - 0,06	0,03 - 0,06
B. distasonis	16	128
B. fragilis	0,5 - 1	1 - 8
B. melaninogenicus	0,06	0,125
B. oralis	0,125	0,125
B. splanchnicus	0,06 - 0,125	0,25
B. thetaiotaomicron	16 - 32	≥ 256
B. vulgatus	0,25	1
Bifidobacterium sp.	0,06	0,06
Clostridium fallax	0,25	0,25
C. perfringens	0,25	0,25
Fusobacterium fusiforme	0,125 - 0,5	0,25 - 0,5
Peptococcus asaccharolyticus	0,25 - 0,5	0,25
P. prevotii	0,06 - 0,25	0,125 - 2
P. variabilis	0,06 - 0,125	0,25 - 0,125
Peptostreptococcus anaerobius	0,25	0,5 - 1
Propionibacterium acnes	0,06	0,125 - 0,25
Sphaerophorus freundii	8 - 16	8 - 32
S. necrophorus	0,125	0,25 - 0,125
S. varius	256	> 256

 

Resistenzen

Wie bei den Makroliden tritt Pleuromutilinresistenz über chromosomale Mutation auf. Die Entstehungsrate ist signifikant geringer als bei Tylosin. Es besteht eine einseitige Tylosin-Kreuzresistenz, d.h. dass Mykoplasmen, welche tylosinresistent sind, eine leicht erhöhte Tiamulinresistenz aufweisen, aber dass tiamulinresistente Mykoplasmen vollständig tylosinresistent sind. Eine Stammvariation der bakteriellen Kreuzresistenz mit anderen Makroliden- und Lincosamid-Antibiotika ist vorhanden, welche zusätzlich eine mittelgradige Erhöhung der Spectinomycin- und Chloramphenicol-Resistenz aufweisen können (Giguère 2006a). Zusätzlich wiesen linezolidresistente Staphyloccocus aureus-Mutanten bei der Untersuchung von Miller et al. eine Tiamulin-Kreuzresistenz auf. Diese war einseitig, weil ausgewählte tiamulinresistente Staphylococcus aureus-Mutanten keine Linezolid-Kreuzresistenz aufwiesen (Miller 2008a). Es gibt nur wenig Information bezüglich der Mechanismen der Pleuromutilin-Antibiotika-Resistenz (Long 2006a). Die Entwicklung der TIA-Resistenz in-vitro geschieht auf einer langsamen und schrittweisen Art und Weise (Böck 1982a; Drews 1975a; Karlsson 2001a).
 
Die Untersuchung der TIA-Resistenz in Escherichia coli zeigte, dass eine Mutation des ribosomalen Proteins L3 an der Stelle 149 (Asparagin zu Asparaginsäure) proximal des Peptidyltransferase-Zentrums durch Veränderung der TIA-Bindungsstelle zu einer TIA-Resistenz führt (Bosling 2003a). Mutationen des ribosomalen Proteins L3 und 23S-rRNA wurden auch mit einer reduzierten TIA-Empfindlichkeit in Brachyspira spp.-Isolate assoziiert (Pringle 2004a). Alle Mutationen befanden sich um das Nukleotid U2504, welches einen Teil der TIA-Bindungsstelle bildet (Pringle 2004a; Schlünzen 2004a). Böck et al. schlagen deshalb vor, dass Veränderungen an den ribosomalen Proteinen von E. coli zu einer Abnahme der TIA-Bindung an die Ribosomen führt und primär für die TIA-Resistenz verantwortlich sind (Böck 1982a). In einer Studie mit Brachyspira hyodysenteriae aus Schweinen wurde gefunden, dass die Verteilung der Resistenzen für deutsche und englische Isolate nicht dem gleichen Muster folgte: während bei den deutschen Isolaten verschiedene Klone durch Selektionsdruck entstanden, war bei den englischen Isolaten ein einziger Klon vorherrschend. Es wurde keine Kreuzresistenz mit Salinomycin, Doxycyclin oder Chloramphenicol beobachtet (Karlsson 2004a).
 
Die Bindungsstellen des TIA und Chloramphenicols überlappen sich (Schlünzen 2004a). Es ist deshalb nicht erstaunlich, dass bei Mutanten, welche eine Kombination von Mutationen der 23S-rRNA und des ribosomalen Proteins L3 enthalten, eine hohe TIA-Resistenz beobachtet wird. Die beiden mutierten Nukleotide U2504 und U2504 sind ausreichend, um eine hohe Chloramphenicol-Resistenz zu erreichen. Die Kombination der rRNA-Mutationen an den Nukleotiden 2032 und 2499 sowie die Asn148Ser L3-Mutationen ergeben eine relativ hohe Resistenz. Die 3 Mutationen wurden unabhängig voneinander als Resistenzdeterminanten für Chloramphenicol, Lincosamide, Oxazolidinone, Sparsomycin sowie TIA identifiziert (Pringle 2004a).
 

Wirksamkeit

Die Wirksamkeit von TIA gegen anaerobe Bakterien und Mykoplasmen ist grösser als diejenige der Makrolid-Antibiotika (Giguère 2006a).
 

Schaf

Bei Schafen, welche eine Genitalinfektion mit Ureaplasmen aufwiesen, eliminierte eine Einzeldosis von s.c. 15 mg/kg TIA (mittels einer 12,5%igen wässrigen TIA-Lösung) die Infektion bei 18 von 22 Tieren. Ein anderer Versuch, bei welchem p.o. 8,8 mg/kg/Tag TIA (als Trockenpulver im Futter) für 3 Tage verabreicht wurde, erreichte lediglich eine nur vorübergehende Elimination der Ureaplasmen bei 2 von 24 Schafen. Die Pansenflora wurde bei den p.o. behandelten Tieren nicht beeinträchtigt (Ball 1986a).
 

Schwein

Mit Actinobacillus (Haemophilus) pleuropneumoniae infizierte Schweine erhielten i.m. Dosen von 11, 22 und 33 mg/kg/Tag einer 10%igen öligen TIA-Lösung für 4 Tage. Bei der Untersuchung der Lungen waren bei den behandelten Tieren die meisten Krankheitszeichen dosisabhängig reduziert. Der Unterschied zwischen den beiden höheren Dosierungen war statistisch nicht signifikant (Anderson 1990b). Bei Actinobacillus pleuropneumoniae-Infektionen wurde der Wirkstoff zur Bestandessanierung scheinbar mit Erfolg eingesetzt (Larsen 1990a).
 
Die Verabreichung von p.o. 50 mg/kg TIA für 10 Tage an Schweinen mit enzootischer Pneumonie führte zu einer drastischen Abnahme des Hustens sowie der Lungenläsionen. Zusätzlich konnte eine deutliche Gewichtszunahme beobachtet werden (Goodwin 1979a). Die Gewichtszunahme und die bessere Futterverwertung sind eindeutig von der Dosis abhängig (Pickles 1980a).
 
Pickles hat die Wirkung des TIA in einer weiteren Studie mit Schweinen, welche mit Treponema hyodysenteriae infiziert waren, untersucht. Es gab 4 Gruppen von Tieren: eine Gruppe wurde mit einer TIA-Konzentration von 0,0045% im Trinkwasser für 5 Tage behandelt, eine andere mit einer TIA-Konzentration von 0,006% im Trinkwasser für 3 Tage, eine weitere Gruppe mit einer Tylosintartrat-Konzentration von 0,02% für 5 Tage und die letzte Gruppe blieb unbehandelt. Am 7. und 14. Tag war der Allgemeinzustand der behandelten Tiere signifikant besser als derjenige der unbehandelten Tiere. Die beste Wirkung gegen den Durchfall erzielte Tylosin, dann die höhere TIA-Konzentration und zuletzt die tiefere TIA-Konzentration. In der Gruppe mit 0,006% TIA waren die Todesfälle signifikant reduziert (Pickles 1982a).
 
Eine Studie mit Leptospira pomona infizierten Schweinen zeigte, dass die Verabreichung von TIA in einer Konzentration von 200 ppm über das Futter für 10 Tage eine Reduktion der Leptospirurie bewirken kann. Diese experimentellen Befunde wurden nicht unter Feldbedingungen bestätigt (Laber 1979a).
 
Bei Schweinen mit Erkrankungen des Respirationstraktes erwies sich TIA gleich wirksam wie Tulathromycin und Florfenicol zur Senkung des Fiebers und zur Milderung der klinischen Symptome. Die am häufigsten isolierten Erreger waren Actinobacillus pleuropneumoniae, Pasteurella multocida und Mycoplasma hyopneumoniae (Nanjiani 2005a). Zudem war TIA zur Behandlung von experimentellen Pneumonien durch Bakterien oder Mykoplasmen wirksamer als Tylosin (Larsen 1988a).
 
Der Schweregrad einer Streptococcus suis Typ-II Infektion konnte mittels 180 mg/l TIA im Trinkwasser für 5 Tage signifikant reduziert werden. Die Tiere frassen mehr und nahmen schneller an Gewicht zu als die unbehandelten Schweine (Chengappa 1990a).